Аннотация. Цель исследований – выявить с учетом сезона года действие монохроматического и белого освещения на функциональное состояние печени яичных цыплят в период выращивания. Методы исследований. Лабораторная диагностика крови 30-, 60- и 90-дневного молодняка. Анатомическое исследование печени птицы в возрасте 15 недель (использовано 70 тушек птиц) с применением метода декапитации, гистологическое исследование печени (19 органов) с использованием светового микроскопа Carl Zeiss. Результаты. Во все сезоны года у молодняка при белом и желтом освещении в сравнении с зеленым и голубым (бело-голубым) увеличивается количество гемоглобина в крови на 14,6 %, эритроцитов – на 9,4 %, альбуминов – на 15,8 %, уменьшаются высокие значения лейкоцитов в 2,5 раза, гамма-глобулинов – на 19,8 %, билирубина – на 37,3 %, триглицеридов – на 26,9 %, холестерина – на 34,6 %, активность аспарагиновой аминотрансферазы – на 27,5 %, аланиновой – на 37,7 %. У молодок при белом освещении количество эпикардиального жира меньше на 13,0–78,1 %, абдоминального – на 30,5–64,9 %, чем у птицы при монохроматических лампах. При гистологическом исследовании печени курочек, выращенных при любом освещении, установлен хронический гепатит. У птицы при белом и желтом освещении развитие воспалительного процесса менее выражено, нет значимого увеличения размеров ядра и клетки гепатоцитов, расширения просвета кровеносных сосудов, меньше количество лимфоидных фолликулов в центре и промежуточной зоне долек печени на 36,2–55,7 %, чем у молодняка при зеленом и голубом (бело-голубом) освещении. Научная новизна. Применение в птичнике белых и желтых компактных люминесцентных ламп с цветовой температурой 4500–5500 К и 2800–3000 К соответственно, световым потоком 400–800 лм оказывает слабое положительное влияние на функциональное состояние печени ремонтного молодняка яичных кур в период выращивания с суточного возраста до возраста 15 недель в клетках в условиях постепенно сокращающейся длины светового дня и уровня освещенности.
освещение, компактные люминесцентные лампы белого, желтого, зеленого, голубого и бело-голубого цвета, яичный ремонтный молодняк, гистология, воспалительные заболевания печени молодняка кур.
Постановка проблемы (Introduction)
При выращивании яичного ремонтного молодняка в условиях птицефабрик патологии печени встречаются довольно часто. Для возникновения заболеваний есть множество причин: это вакцинация, хронические полимикотоксикозы, несбалансированное кормление, содержание в клетках, нарушение условий содержания, несоблюдение санитарных норм и правил и пр. [1, с. 26]. Большое значение приобретает своевременная профилактика заболеваний птицы. Ветеринарные мероприятия, профилактирующие развитие наиболее часто возникающих заболеваний печени (жировая дистрофия, интерстициальный гепатит), включают скармливание птице различных препаратов, антиоксидантов, кормовых добавок [2, с. 210–211], [3, с. 64–65], [4, с. 56–57], [5, с. 12], [6, с. 176], [7. с. 203–204].
Анализируя результаты исследований российских и зарубежных авторов о действии цвета освещения на организм птицы, мы предположили, что применение монохроматических и белых ламп в системе освещения цехов выращивания яичных цыплят может оказать влияние на функциональное состояние печени молодняка [8, с. 9528–9530], [9, с. 2858–2862], [10, с. 1047–1048], [11, с. 6], [12, с. 1013], [13, с. 010], [14, с. 1885], [15, с. 1270], [16, с. 2388–2389]. Основанием для выполнения наших исследований послужило также то, что спектральный состав ламп, используемых в птичнике при выращивании яичных цыплят с суточного возраста до возраста до 15–17 недель, при постепенно сокращающемся световом дне и уровне освещенности в нормативных требованиях НТП-АПК 1.10.05.001-01 (2005) для птицеводческих предприятий, как и в рекомендациях к кроссам яичных кур, не учитывается.
Таким образом, целью исследований являлось выявление спектрального состава компактных люминесцентных ламп, при котором морфобиохимические показатели крови цыплят, характеризующие функциональное состояние печени, будут иметь наименьшие отклонения значений от физиологических нормв период выращивания, а морфологические изменения в печеночной ткани в конце выращивания будут менее выраженными.
Методология и методы исследования (Methods)
Базой проведения исследования была выбрана ОСП «Птицефабрика Белогорская» ООО «СПК «Амурптицепром» г. Белогорска Амурской области. В период с 2015 по 2019 гг. мы провели пять опытов с охватом четырех сезонов года. Объектом исследований являлся ремонтный молодняк яичных кроссов Хайсекс Уайт или Декалб Уайт.
Перед размещением очередной партии цыплят в цехах выращивания на птицефабрике обязательно проводились межцикловые профилактические перерывы с санацией помещений, бактериологическим контролем качества дезинфекции. Цех заполнялся цыплятами в течение 3–4 дней. В период выращивания ремонтного молодняка с суточного возраста до возраста 15–16 недель использовалась клеточная система содержания с постепенно сокращающимся световым днем с 24:00 до 12:00 часов в сутки и уровнем освещенности от 50–30 до 7–6 лк. В системе освещения цехов использовались компактные люминесцентные лампы (КЛЛ) зеленого цвета с длиной световой волны 530–550 нм и световым потоком 600–780 лм.
В наших исследованиях в каждом опыте мы формировали по четыре группы суточных цыплят по 200 голов в каждой. Группы цыплят размещали в одной зоне цеха, на третьем ярусе батарей. Контрольную группу располагали под белыми КЛЛ (цветовая температура 4500–5500 K), I группу – под желтыми (2800–3000 K), II – под зелеными (530–550 нм), III – под голубыми или бело-голубыми лампами (6500–8000 K). Световой поток ламп был на одном уровне, в пределах от 400 до 800 лм. Внутренние стенки клеток мы заделывали белым пластиком. Остальные технологические параметры выращивания ремонтного молодняка были стандартными для всей птицы и соответствовали рекомендациям для кроссов кур Хайсекс Уайт, Декалб Уайт. В период выращивания цыплят проводился санитарно-микологический контроль качества кормов. Профилактическая вакцинация молодняка осуществлялась в возрасте 1, 3, 14, 21, 28, 36, 50, 60, 70, 100 (110) дней с контролем напряженности поствакцинального иммунитета (серологические исследования). Для обеспечения эпизоотического и эпидемического благополучия на птицефабрике отлажена система контроля бактериальных и противопаразитарных болезней птицы.
Нарушение функционального состояния печени у 30-, 60- и 90-дневного молодняка устанавливали по результатам исследований крови, которую брали из сердца у 10 голов из каждой группы. Использовали методику произвольного отбора птицы. Лабораторная диагностика крови включала общепринятые методы морфологического и биохимического исследования [17, 18] с применением диагностических наборов компании «Витал» и биохимических анализаторов Stat Fax. Полученные результаты анализировали, руководствуясь физиологическими нормами крови для яичных цыплят [17, c. 72–81].
Анатомическое исследование печени молодняка осуществляли по достижении им возраста 15 недель. Из каждой группы отбирали по 3–5 птиц с одинаковой живой массой, средней по группе. Для убоя использовали метод декапитации. Тушки молодок обескровливали, вскрывали грудобрюшную полость. Анатомическое исследование осуществляли методом изолированного извлечения внутренних органов по Г. Г. Автандилову [19]. Массу печени определяли с точностью до 0,0001 г на весах фирмы Shinko Denshi CO с визуальной оценкой органа. В работе использовано 70 тушек птицы.
Для гистологического исследования кусочки печени брали из бокового острого края правой доли органа, погружали в 10-процентный раствор формалина, затем заливали в парафин. С каждого блока получали по 5 срезов толщиной 5–6 мкм для изготовления микропрепарата. Использовали окрашивание гематоксилином и эозином. Для морфометрических исследований произвольно отобрали по 4–6 микропрепаратов из каждой группы птицы. В каждом микропрепарате методом случайного бесповоротного отбора измеряли короткий и длинный диаметры ядра и клетки 200 гепатоцитов. Использовали измерительную линейку, встроенную в окуляр-микрометр МОВ-1-15, световой микроскоп Carl Zeiss (ув. об. × 100). Затем в каждом из 3 срезов микропрепарата методом случайного бесповоротного отбора визуализировали места расположения 10 центральных вен и 10 портальных зон. Измеряли короткий и длинный диаметры сосудов, диаметр 10 балок и 10 синусоид каждой зоны (ув. об. × 40).
Вычисляли объем ядра и клетки гепатоцитов (V) при помощи формулы:
Vr = 0,523×D1xD2 (мкм3),
где D1 и D – большой и малый диаметры ядра соответственно;
площадь ядра и клетки гепатоцитов (S) – по формуле:
S = π (a + b)2/2,
где a и b – короткий и длинный радиусы соответственно;
ядерно-цитоплазматическое соотношение:
1) ЯЦО = SЯ/SЦ,
где SЯ – площадь ядра клетки, SЦ – площадь цитоплазмы;
2) ЯЦО = VЯ/(VК – VЯ),
где VЯ и VК – объем ядра и клетки соответственно, ядерно-клеточное отношение:
1) ЯКО = SЯ/SК,
2) ЯКО = VЯ/VК,
где SК – площадь клетки, VК – объем клетки;
площадь цитоплазмы клетки:
SЦ = SК – SЯ;
объем цитоплазмы клетки:
VЦ = VК – VЯ [19].
Экспериментальные данные обработаны методами математической статистики при помощи программы Microsoft Excel [20]. Вычисляли среднее арифметическое значение (М), ошибку среднего арифметического значения (m). Статистическую значимость различий средних величин оценивали с помощью t-критерия Стьюдента, достоверными считали результаты при p < 0,05.
Результаты (Results)
При морфобиохимическом анализе крови установлено положительное влияние белого и желтого освещения на цыплят вне зависимости от сезона года. У 30-, 60- и 90-дневного молодняка больше количество гемоглобина на 14,2–15,0 % (p < 0,05), эритроцитов – на 3,3–15,5 % (p < 0,05), чем у цыплят при зеленых и голубых (бело-голубых) лампах, подъем количества лейкоцитов в 90-дневном возрасте менее значителен (ниже в 1,9–3,1 раза). Содержание альбуминов больше при белом освещении на 9,3–22,2 % (p < 0,05, p < 0,01, p < 0,001), более оптимально по норме и меньше на 11,7–27,9 % содержание гамма-глобулиновой фракции белка (p < 0,05), меньше уровень активности аспарагиновой аминотрансферазы на 10,6–44,4 % (p < 0,05, p < 0,01, p < 0,001) во все сезоны года. В сравнении с голубым и бело-голубым освещением при белом ниже активность аланиновой аминотрансферазы на 24,6–50,7 % (p < 0,05, p < 0,001), меньше количество билирубина на 10,7–63,9 % (p < 0,05), показатели жирового обмена имеют менее резкие отклонения от норм: содержание триглицеридов меньше на 13,5–40,3 % (p < 0,05, p < 0,01, p < 0,001), общего холестерина – на 13,4–55,7 % (p < 0,05, p < 0,01, p < 0,001).
При анатомическом исследовании у 15-недельных курочек, выращенных под белым освещением, меньше количество эпикардиального жира на 13,0–78,1 % и абдоминального жира на 30,5–64,9 %, чем у молодняка при монохроматическом освещении, в особенности голубом. Вне зависимости от качества освещения у курочек под разным освещением печень не увеличена (масса от 20,5 до 24,4 г) [19, с. 24–26], капсула не напряжена, поверхность гладкая, рисунок долек сохранен, цвет красно-коричневый с участками светло-коричневого цвета. На поверхности разреза печень имеет участки тусклого цвета с переполненными кровью сосудами.
Результаты гистологического исследования показали, что в микропрепаратах печени курочек всех групп встречались изменения, характерные для хронического гепатита. Обнаруживалась выраженная лимфоидная инфильтрация большинства портальных трактов. Встречались как мелкие лимфоидные узелки, так довольно крупные и плотные скопления в виде округлых агрегатов. Вокруг некоторых портальных зон примыкающие гепатоциты с признаками зернистой и гидропической дистрофии, печеночные балки с признаками дискомплексации. Часто в просвете синусоид выявляются отдельно лежащие гепатоциты, редко клетки Каунсильмена. Достаточно редко отмечалось разрушение пограничной пластинки с проникновением воспалительного инфильтрата в близлежащие синусоиды. Очагами диффузный клеточный инфильтрат обнаруживался в синусоидах центральной и промежуточной зон ацинусов, здесь же – сформированные лимфоидные фолликулы.
В микропрепаратах ткани печени молодняка, выращенного при белом и желтом освещении, развитие патологических процессов было несколько менее выражено, чем у птицы при зеленом и голубом (бело-голубом). У молодок, выращенных при голубых (бело-голубых) лампах, при микрометрических расчетах определено более значимое увеличение площади ядра и клетки, объема ядра и цитоплазмы гепатоцитов (таблица 1).
Таблица 1
Результаты морфометрического исследования ткани печени ремонтного молодняка яичных кур, возраст 15 недель, мкм, М ± m, увеличение: объектив 100, окуляр 15
|
Исследуемый параметр |
Контрольная группа (белые КЛЛ), n = 5 |
I опытная группа (желтые КЛЛ), n = 4 |
II опытная группа (зеленые КЛЛ), n = 4 |
III опытная группа (голубые, бело-голубые КЛЛ), n = 6 |
|
Диаметр ядра: |
||||
|
длинный |
4,50 ± 0,06 |
4,57 ± 0,04 |
4,59 ± 0,06 |
4,74 ± 0,07* |
|
короткий |
4,05 ± 0,08 |
4,14 ± 0,05 |
4,10 ± 0,08 |
4,34 ± 0,05* |
|
Площадь ядра |
14,32 ± 0,49 |
14,86 ± 0,29 |
14,77 ± 0,49 |
16,14 ± 0,37* |
|
Объем ядра |
38,72 ± 2,09 |
40,97 ± 1,26 |
40,40 ± 2,12 |
46,73 ± 1,66* |
|
Диаметр клетки: |
||||
|
длинный |
9,60 ± 0,25 |
9,71 ± 0,25 |
9,97 ± 0,21 |
10,45 ± 0,22* |
|
короткий |
7,88 ± 0,19 |
7,89 ± 0,20 |
7,78 ± 0,24 |
8,48 ± 0,25 |
|
Площадь клетки |
59,50 ± 2,86 |
60,22 ± 3,06 |
60,97 ± 3,14 |
69,82 ± 3,62 |
|
Объем клетки |
313,78 ± 22,14 |
317,34 ± 24,45 |
316,98 ± 26,01 |
397,24 ± 33,16 |
|
Площадь цитоплазмы |
45,17 ± 2,41 |
45,36 ± 3,12 |
46,20 ± 2,66 |
53,68 ± 3,32 |
|
Объем цитоплазмы |
275,06 ± 20,13 |
276,36 ± 24,77 |
276,58 ± 23,91 |
350,82 ± 31,75 |
|
Отношение ядро / клетка: |
||||
|
площадь |
0,24 ± 0,005 |
0,25 ± 0,014 |
0,24 ± 0,005 |
0,23 ± 0,008 |
|
объем |
0,12 ± 0,003 |
0,13 ± 0,011 |
0,13 ± 0,004 |
0,12 ± 0,007 |
|
Отношение ядро / цитоплазма (ЯЦО): |
||||
|
площадь |
0,32 ± 0,008 |
0,33 ± 0,024 |
0,32 ± 0,009 |
0,30 ± 0,014 |
|
объем |
0,14 ± 0,004 |
0,15 ± 0,015 |
0,15 ± 0,006 |
0,14 ± 0,008 |
Примечание: * p < 0,05, ** p < 0,01, *** p < 0,001.
Table 1
Results of morphometric study of liver tissue of young egg hens, age 15 weeks, micrometer, М ± m, magnification: objective 100, eyepiece 15
|
Parameter under study |
Control group (white compact fluorescent lamps), n = 5 |
1st experimental group (yellow compact fluorescent lamps), n = 4 |
2nd experimental group (green compact fluorescent lamps), n = 4 |
3rd experimental group (blue, white-blue compact fluorescent lamps), n = 6 |
|
The diameter of the nucleus: |
||||
|
long |
4.50 ± 0.06 |
4.57 ± 0.04 |
4.59 ± 0.06 |
4.74 ± 0.07* |
|
short |
4.05 ± 0.08 |
4.14 ± 0.05 |
4.10 ± 0.08 |
4.34 ± 0.05* |
|
Тhe area of the nucleus |
14.32 ± 0.49 |
14.86 ± 0.29 |
14.77 ± 0.49 |
16.14 ± 0.37* |
|
The volume of the nucleus |
38.72 ± 2.09 |
40.97 ± 1.26 |
40.40 ± 2.12 |
46.73 ± 1.66* |
|
The diameter of the cell: |
||||
|
long |
9.60 ± 0.25 |
9.71 ± 0.25 |
9.97 ± 0.21 |
10.45 ± 0.22* |
|
short |
7.88 ± 0.19 |
7.89 ± 0.20 |
7.78 ± 0.24 |
8.48 ± 0.25 |
|
Тhe area of the сell |
59.50 ± 2.86 |
60.22 ± 3.06 |
60.97 ± 3.14 |
69.82 ± 3.62 |
|
Тhe volume of the сell |
313.78 ± 22.14 |
317.34 ± 24.45 |
316.98 ± 26.01 |
397.24 ± 33.16 |
|
The area of the cytoplasm |
45.17 ± 2.41 |
45.36 ± 3.12 |
46.20 ± 2.66 |
53.68 ± 3.32 |
|
Тhe volume of the cytoplasm |
275.06 ± 20.13 |
276.36 ± 24.77 |
276.58 ± 23.91 |
350.82 ± 31.75 |
|
The ratio of the core / cell: |
||||
|
area |
0.24 ± 0.005 |
0.25 ± 0.014 |
0,24 ± 0,005 |
0,23 ± 0,008 |
|
volume |
0.12 ± 0.003 |
0.13 ± 0.011 |
0,13 ± 0,004 |
0,12 ± 0,007 |
|
The ratio of nucleus / cytoplasm: |
||||
|
area |
0.32 ± 0.008 |
0.33 ± 0.024 |
0.32 ± 0.009 |
0.30 ± 0.014 |
|
volume |
0,.14 ± 0.004 |
0.15 ± 0.015 |
0.15 ± 0.006 |
0.14 ± 0.008 |
Note: * p < 0.05, ** p < 0.01, *** p < 0.001.
В ткани печени молодняка под голубым освещением более значимое расширение просвета центральных и портальных вен, чем у остальной птицы (p < 0,05, p < 0,001 в сравнении с белым освещением) (таблица 2). Встречалось нарушение целостности примыкающей к сосудам пограничной гепацитарной пластинки. Печеночные балки в паренхиме возле центральных вен и портальных трактов более утолщены (p < 0,05, p < 0,01 в сравнении с птицей при белом освещении). Несколько чаще встречались участки дискомплексации печеночных балок, в просвете синусоид тельца Каунсильмена, скопления смешанно-клеточной инфильтрации были более крупными.
Таблица 2
Результаты морфометрического исследования ткани печени ремонтного молодняка яичных кур, возраст 15 недель, мкм, М ± m, увеличение: объектив 40, окуляр 15
|
Исследуемый параметр |
Контрольная группа (белые КЛЛ), n = 5 |
I опытная группа (желтые КЛЛ), n = 4 |
II опытная группа (зеленые КЛЛ), n = 4 |
III опытная группа (голубые, бело-голубые КЛЛ), n = 6 |
|
Ширина просвета центральной вены: |
||||
|
большой диаметр |
49,17 ± 3,34 |
54,82 ± 3,69 |
57,58 ± 6,58 |
70,82 ± 1,41*** |
|
малый диаметр |
28,47 ± 1,82 |
27,63 ± 1,40 |
33,88 ± 2,62 |
37,51 ± 2,82* |
|
Ширина просвета портальной вены: |
||||
|
большой диаметр |
34,96 ± 2,26 |
46,27 ± 2,08 |
43,91 ± 3,37 |
41,98 ± 1,02* |
|
малый диаметр |
17,47 ± 1,98 |
22,83 ± 4,42 |
23,58 ± 3,82 |
23,85 ± 0,88* |
|
Ширина просвета портальной артерии: |
||||
|
большой диаметр |
8,05 ± 0,95 |
7,79 ± 0,05 |
7,18 ± 0,63 |
7,68 ± 0,31 |
|
малый диаметр |
4,77 ± 0,22 |
5,01 ± 0,25 |
4,11 ± 0,40 |
4,53 ± 0,26 |
|
Ширина просвета желчного протока: |
||||
|
большой диаметр |
7,82 ± 0,50 |
7,17 ± 0,69 |
8,85 ± 2,44 |
8,53 ± 0,42 |
|
малый диаметр |
5,15 ± 0,23 |
4,56 ± 0,27 |
4,58 ± 0,33 |
5,40 ± 0,20 |
|
Толщина печеночных балок: |
||||
|
центральных |
14,14 ± 0,48 |
15,79 ± 1,12 |
16,51 ± 0,34* |
16,61 ± 0,38** |
|
периферических |
9,29 ± 1,73 |
16,24 ± 0,64 |
16,47 ± 0,09* |
17,59 ± 0,42** |
|
Диаметр просвета синусоидных капилляров: |
||||
|
центральной вены |
7,60 ± 0,81 |
6,19 ± 0,92 |
7,94 ± 0,79 |
6,07 ± 0,53 |
|
портальной вены |
13,00 ± 1,87 |
6,28 ± 0,42 |
8,74 ± 0,39 |
7,30 ± 0,46 |
Примечание: * p < 0,05, ** p < 0,01, *** p < 0,001.
Table 2
Results of morphometric study of liver tissue of young egg hens, age 15 weeks, mkm, М ± m, magnification: objective 40, eyepiece 15
|
Parameter under study |
Control group (white compact fluorescent lamps), n = 5 |
1st experimental group (yellow compact fluorescent lamps), n = 4 |
2nd experimental group (green compact fluorescent lamps), n = 4 |
3rd experimental group (blue, white-blue compact fluorescent lamps), n = 6 |
|
The width of the lumen of сentral vein: |
||||
|
large diameter |
49,17 ± 3,34 |
54,82 ± 3,69 |
57,58 ± 6,58 |
70,82 ± 1,41*** |
|
small diameter |
28,47 ± 1,82 |
27,63 ± 1,40 |
33,88 ± 2,62 |
37,51 ± 2,82* |
|
The width of the lumen of the portal vein: |
||||
|
large diameter |
34,96 ± 2,26 |
46,27 ± 2,08 |
43,91 ± 3,37 |
41,98 ± 1,02* |
|
small diameter |
17,47 ± 1,98 |
22,83 ± 4,42 |
23,58 ± 3,82 |
23,85 ± 0,88* |
|
The width of the lumen of the portal artery: |
||||
|
large diameter |
8,05 ± 0,95 |
7,79 ± 0,05 |
7,18 ± 0,63 |
7,68 ± 0,31 |
|
small diameter |
4,77 ± 0,22 |
5,01 ± 0,25 |
4,11 ± 0,40 |
4,53 ± 0,26 |
|
Width of the bile duct lumen: |
||||
|
large diameter |
7,82 ± 0,50 |
7,17 ± 0,69 |
8,85 ± 2,44 |
8,53 ± 0,42 |
|
small diameter |
5,15 ± 0,23 |
4,56 ± 0,27 |
4,58 ± 0,33 |
5,40 ± 0,20 |
|
The thickness of hepatic beams: |
||||
|
central |
14,14 ± 0,48 |
15,79 ± 1,12 |
16,51 ± 0,34* |
16,61 ± 0,38** |
|
peripheral |
9,29 ± 1,73 |
16,24 ± 0,64 |
16,47 ± 0,09* |
17,59 ± 0,42** |
|
Diameter of the lumen of sinusoid capillaries: |
||||
|
central vein |
7,60 ± 0,81 |
6,19 ± 0,92 |
7,94 ± 0,79 |
6,07 ± 0,53 |
|
portal vein |
13,00 ± 1,87 |
6,28 ± 0,42 |
8,74 ± 0,39 |
7,30 ± 0,46 |
Note: * p < 0.05, ** p < 0.01, *** p < 0.001.
У молодняка при голубом, а также зеленом освещении наблюдавшиеся в центре долек печени лимфоидные фолликулы встречались в 4–6 раз чаще, а в промежуточной зоне долек больше на 36,2–55,7 % в сравнении с птицей при белом освещении.
Обсуждение и выводы (Discussion and Conclusion)
В проведенных исследованиях получены положительные результаты по использованию белых и желтых компактных люминесцентных ламп с цветовой температурой 4500–5500 K и 2800-3000 K соответственно и световым потоком 400–800 лм в системе освещения цехов выращивания яичного ремонтного молодняка с суточного возраста до возраста 15 недель в условиях постепенно сокращающегося светового дня и уровня освещенности.
Белое и желтое освещение оказало слабое положительное влияние на функциональное и структурное состояние печени цыплят: в период выращивания у молодняка были ближе к норме значения лейкоцитов, билирубина, гамма-глобулинов, уровень активности печеночных ферментов, показатели белкового и жирового обменов, в конце выращивания морфологические изменения в печеночной ткани были менее выраженными, чем у молодняка при зеленых и голубых (бело-голубых) лампах. Белое и желтое освещение компактных люминесцентных ламп может быть использовано в птичнике в качестве неспецифической профилактики общего характера возникновения заболеваний печени молодняка яичной птицы в период выращивания.
1. Козлова Ю. Н., Афонюшкин В. Н., Черепушкина В. С., Хоменко Ю. С., Березин С. С. Этиология и патогенез гепатитов кур // Птицеводство. 2016. № 10. С. 25-32.
2. Begum S. A., Upadhyaya T. N, Rahman T., Pathak D. C., Sarma K., Barua C. C., Bora R. S. Hematobiochemical and pathological alterations due to chronic chlorpyrifos intoxication in indigenous chicken // Indian Pharmacol. 2015. No. 47 (2). Рр. 206-211. DOI:https://doi.org/10.4103/0253-7613.153432.
3. Громова Л. Н., Громов И. Н., Алараджи Ф. С. [и др.] Влияние митофена на биохимические показатели сыворотки крови цыплят, вакцинированных против ИББ на фоне экспериментального хронического полимикотоксикоза // Молодой ученый. 2016. № 6.5. С. 63-65.
4. Дунець В. Ю., Слівінська Л. Г. Профілактика хвороб печінки у курей яєчного напрямку продуктивності // Науковий вісник ЛНУВМБТ імені С. З. Ґжицького. 2017. Т. 19. № 73. С. 55-60. DOIhttps://doi.org/10.15421/nvlvet7312.
5. Xi-Yao H., Abdur Ansari R., Haibo H., Xing Z., Ning-Ya L., Zhi-Jian S., Ke-Mei P., Juming Z., Hua-Zhen L. Lipopolysaccharide mediates immuno-pathological alterations in young chicken liver through TLR4 signaling // BMC Immunology. 2017. No. 18 (1). Рр. 12. DOI:https://doi.org/10.1186/s12865-017-0199-7.
6. Семененко М. П., Кузьминова Е. В., Тяпкина Е. В. Профилактика патогенетических изменений гепатобилиарной системы птицы как способ повышения качества печени цыплят-бройлеров // Сборник научных трудов КНЦЗВ. 2019. Т. 8. № 1. С. 172-177.
7. Юрина А. С., Мерзленко Р. А. Морфологические изменения в тимусе, селезенке и печени кур-несушек после применения биологически активной добавки «Виготон» // Ученые записки Казанской государственной академии ветеринарной медицины им. Н. Э. Баумана. 2019. Вып. 1. Т. 237. С. 203-208. DOI:https://doi.org/10.31588/2413-4201-1883-237-1-203-207.
8. Sadrzadeh A., Brujeni G. N., Livi M. Nazari M. J., Sharif M. T., Hassanpour H., Haghighi N. Cellular immune response of infectious bursal disease and Newcastle disease vaccinations in broilers exposed to monochromatic lights // African Journal of Biotechnology. 2013. Vol. 10 (46). Pр. 9528-9532. Available online at http://www.academicjournals.org/AJB. DOI:https://doi.org/10.5897/AJB11.724.
9. Gongruttananun N. Influence of red light on reproductive performance, eggshell ultrastructure, and eye morphology in Thai-native hens // Poultry of Sciences. 2011. No. 90 (12). Рр. 2855-2863. DOI:https://doi.org/10.3382/ps.2011-01652.
10. Nara Kim, Sang-rak Lee, Sang-Jin Lee. Effects of light color on energy expenditure and behavior in broiler chickens // Asian-Australasian journal of Animal Sciences (AJAS). 2014. No. 27 (7). Рр. 1044-1049. DOI:https://doi.org/10.5713/ajas.2012.12425.
11. Филиппов В. Г. Влияние светового оптического диапазона на нейроиммунноэндокринный гомеостаз // Биология. 2014. № 8. С. 6.
12. Lingbin Lu., Lee D., Gilbert E. R., Cihi Xiao, Ming Xiaoling Zhao, Yan Wang [at all]. The effect of monochromatic light on the expression of estrogen receptors (ER) and progesterone receptors (PR) in ovarian follicles of the hen // PlosOne. Biochemistry. 2015. No. 10 (12). Рр. 1012-1015. DOI:https://doi.org/10.1371/journal.pone.0144102.
13. Mudhar A. S. Abu Tabeekh. An investigation on the effect of light color and stocking density on some blood parameters of broilers and layers // Donnish Journal of Agricultural Research. 2016. Vol. 3 (2). Рp. 008-012. http://www.donnishjournals.org/djar.
14. Dishon L., Avital-Cohen N., Zaguri S., Bartman J., Heiblum R., Druyan S., Porter T. E., Gumulka M., Rozenboim I. In-ovo green light photostimulation during different embryonic stages affect somatotropic axis // Poultry Science. 2018. No. 97 (6). Рр. 1998-2004. DOI:https://doi.org/10.3382/ps/pey078.
15. Ma S., Wang Z., Cao J., Dong Y., Chen Y. Effect of monochromatic light on circadian rhythm of clock genes in chick pinealocytes // Photochem Photobiol. 2018. Voil. 94. Iss. 6. Рр. 1263-1272. DOI:https://doi.org/10.1111/php.12963.
16. Sabuncuoglu K. M.,Korkmas F., Gurcan E. K., Narinc D., Samli H. E. Effect of monochromatic light stimuli during embryogenesis on some performance traits, behavior, and fear responses in Japanese quails // Poultry Science. 2018. No. 97 (7). Рр. 2385-2390. DOI:https://doi.org/10.3382/ps/pey105.
17. Кондрахин И. П. Методы ветеринарной клинической лабораторной диагностики: справочник. М. : Колос, 2004. 520 с.
18. Садовников Н. В., Придыбайло Н. Д., Верещак Н. А. Общие и специальные методы исследования крови птиц промышленных кроссов. Екатеринбург : Уральская ГСХА - Санкт-Петербург : НПП «АВИВАК», 2009. 85 с.
19. Автандилов Г. Г. Медицинская морфометрия. Руководство. М. : Медицина, 1990. 384 с.
20. Мидлтон М. П. Анализ статистических данных с использованием Microsoft Excel для Office XP / Пер. с англ. ; под ред. Г. М. Кобелькова. М. : БИНОМ. Лаборатория знаний, 2005. 296 с.
21. Кощаев А. Г., Виноградова Е. В., Усенко В. В. Возрастные изменения массы внутренних органов ремонтного молодняка яичных кур в условиях промышленной
