Аннотация. Цель исследования – оценка влияния генов-кандидатов, кодирующих аквапорины (AQP): AQP3, AQP7 и AQP11, ассоциированных с показателями качества спермы быков, для дальнейшего использования их как транскрипционных биомаркеров. Методы. При помощи количественной полимеразной цепной реакции с обратной транскрипцией (RT-qPCR) оценили экспрессию выбранных генов нативных и замороженно-оттаянных сперматозоидов 7 быков голштинской породы и провели анализ корреляционных связей между уровнем экспрессии изучаемых генов со значимыми для выживаемости и оплодотворения показателями качества спермы. Оценены такие биохимические показатели нативных и деконсервированных сперматозоидов быков, как подвижность, морфология клеток, целостность мембран, жизнеспособность, мембранный потенциал митохондрий, уровень генерации активных форм кислорода (АФК). Научная новизна исследования заключается в том, что впервые в нашей стране оценена связь уровня экспрессии генов AQP3, AQP7 и AQP11 с показателями качества спермы быков голштинской породы. Результаты. Ген AQP11 может быть рекомендован как надежный транскрипционный биомаркер, поскольку имел высокую положительную корреляционную связь с содержанием живых (0,821, p = 0,0145), нормальных (0,750, p = 0,0384) клеток и отрицательную корреляцию с содержанием дефективных (–0,679, p = 0,0735), мертвых клеток (–0,821, p = 0,0145) и содержанием АФК (–0,821, p = 0,0145) в замороженно-оттаянной и нативной сперме. Транскрипт гена AQP7 замороженно-оттаянной спермы имел среднюю отрицательную корреляцию с показателями содержания мертвых сперматозоидов (–0,727, p = 0,0545) и дефектов акросомы (–0,667, p = 0,0735) на близком к достоверному уровне. Транскрипт гена AQP3 имел достоверную положительную корреляцию с содержанием мертвых клеток (0,786, p = 0,0251) замороженно-оттаянной спермы и отрицательную корреляцию с содержанием дефективных, мертвых клеток и содержанием АФК в замороженно-оттаянной и нативной сперме.
сперматозоиды, быки, оплодотворяющая способность, качество семени, криоконсервация, среды, РНК, транскрипты, биомаркеры криорезистентности, митохондрии, аквапорины
1. Grötter L. G., Cattaneo L., Marini P. E., Kjelland M. E., Ferré L. B. Recent advances in bovine sperm cryopreservation techniques with a focus on sperm post-thaw quality optimization. Reproduction in Domestic Animals. 2019; 54 (4): 30681204. DOI:https://doi.org/10.1111/rda.13409.
2. Khan M. Z., Sathanawongs A., Zhang Y. Impact of cryopreservation on spermatozoa freeze-thawed traits and relevance OMICS to assess sperm cryo-tolerance in farm animals. Frontiers in Veterinary Science. 2021; 8: 33718466. DOI:https://doi.org/10.3389/fvets.2021.609180.
3. Aliakbari F., Eshghifar N., Mirfakhraie R., Pourghorban P., Azizi F. Coding and non-coding RNAs, as male fertility and infertility biomarkers. International Journal of Fertility & Sterility. 2021; 15 (3): 34155862. DOI:https://doi.org/10.22074/IJFS.2021.134602.
4. Selvaraju S., Ramya L., Parthipan S., Swathi D., Binsila B.K. Deciphering the complexity of sperm transcriptome reveals genes governing functional membrane and acrosome integrities potentially influence fertility. Cell and Tissue Research. 2021; 385 (1): 33783607. DOI:https://doi.org/10.1007/s00441-021-03443-6.
5. Qin Z., Wang W., Ali M. A., Wang Y., Zhang Y. Transcriptome-wide m6A profiling reveals mRNA post-transcriptional modification of boar sperm during cryopreservation. BMC Genomics. 2021; 22 (1): 34344298. DOI:https://doi.org/10.1186/s12864-021-07904-8.
6. Shangguan A., Zhou H., Sun W., Ding R., Li X. Cryopreservation Induces Alterations of miRNA and mRNA Fragment Profiles of Bull Sperm. Frontiers in Genetics. 2020; 11: 32431726. DOI:https://doi.org/10.3389/fgene.2020.00419.
7. Kadivar A., Shams Esfandabadi N., Dehghani Nazhvani E., Shirazi A., Ahmadi E. Effects of cryopreservation on stallion sperm protamine messenger RNAs. Reproduction in Domestic Animals. 2020; 55 (3): 31885108. DOI:https://doi.org/10.1111/rda.13615.
8. Faraji S., Rashki Ghaleno L., Sharafi M., Hezavehei M., Totonchi M., et al. Gene Expression Alteration of Sperm-Associated Antigens in Human Cryopreserved Sperm. Biopreservation and Biobanking. 2021; 19 (6): 34009011. DOI:https://doi.org/10.1089/bio.2020.0165.
9. Ran M. X., Zhou Y. M., Liang K., Wang W. C., Zhang Y. Comparative analysis of microRNA and mRNA profiles of sperm with different freeze tolerance capacities in boar (Sus scrofa) and giant panda (Ailuropoda melanoleuca). Biomolecules. 2019; 9 (9): 31480517. DOI:https://doi.org/10.3390/biom9090432.
10. Fraser L., Brym P., Pareek C.S., Mogielnicka-Brzozowska M., Paukszto Ł. et al. Transcriptome analysis of boar spermatozoa with different freezability using RNA-Seq. Theriogenology. 2020; 142: 31711689. DOI:https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2019.11.001.
11. Peris-Frau P., Soler A. J., Iniesta-Cuerda M., et al. Sperm Cryodamage in Ruminants: Understanding the Molecular Changes Induced by the Cryopreservation Process to Optimize Sperm Quality. International Journal of Molecular Sciences. 2020; 21 (8): 32316334. DOI:https://doi.org/10.3390/ijms21082781.
12. Kordowitzki P., Kranc W., Bryl R., Kempisty B., Skowronska A., Skowronski M. T. The relevance of Aquaporins for the physiology, pathology, and aging of the female reproductive system in mammals. Cells. 2020; 9 (12): 33271827. DOI:https://doi.org/10.3390/cells9122570.
13. Fujii T., Hirayama H., Fukuda S., Kageyama S., Naito A., Yoshino H., Moriyasu S., Yamazaki T., Sakamoto K., Hayakawa H. Expression and localization of aquaporins 3 and 7 in bull spermatozoa and their relevance to sperm motility after cryopreservation. Journal of Reproduction and Development. 2018; 64: 29798965. DOI:https://doi.org/10.1262/jrd.2017-166.
14. Prieto-Martínez N., Morató R., Muiño R., Hidalgo C. O., Rodríguez-Gil J. E., Bonet S., Yeste M. Aquaglyceroporins 3 and 7 in bull spermatozoa: Identification, localisation and their relationship with sperm cryotolerance. Reproduction, Fertility and Development. 2017; 29: 27221122. DOI:https://doi.org/10.1071/RD16077.
15. Calamita G., Delporte C. Involvement of aquaglyceroporins in energy metabolism in health and disease. Biochimie. 2021; 188: 33689852. DOI:https://doi.org/10.1016/j.biochi.2021.03.001.
16. Prieto-Martínez N., Vilagran I., Morató R., Rivera Del Álamo M. M., Rodríguez-Gil J. E., Bonet S., Yeste M. Relationship of aquaporins 3 (AQP3), 7 (AQP7), and 11 (AQP11) with boar sperm resilience to withstand freeze-thawing procedures. Andrology. 2017; 5 (6): 28941027. DOI:https://doi.org/10.1111/andr.12410.
17. Morató R., Prieto-Martínez N., Muiño R., Hidalgo C. O., Rodríguez-Gil J. E., Bonet S., Yeste M. Aquaporin 11 is related to cryotolerance and fertilising ability of frozen-thawed bull spermatozoa. Reproduction, Fertility and Development. 2018; 30: 29365310. DOI:https://doi.org/10.1071/RD17340.
18. Highland H. N., Rishika A. S., Almira S. S., Kanthi P. B. Ficoll-400 density gradient method as an effective sperm preparation technique for assisted reproductive techniques. Journal of Human Reproductive Sciences. 2016; 9 (3): 27803588. DOI:https://doi.org/10.4103/0974-1208.192070.
19. Harshitha R., Arunraj D. R. Real-time quantitative PCR: A tool for absolute and relative quantification. Biochemistry and Molecular Biology Education. 2021; 49 (5): 34132460. DOI:https://doi.org/10.1002/bmb.21552.
20. Bonilla-Correal S., Noto F., Garcia-Bonavila E., Rodríguez-Gil J. E., Yeste M., Miro J. First evidence for the presence of aquaporins in stallion sperm. Reproduction in Domestic Animals. 2017; 4: 29052325. DOI:https://doi.org/10.1111/rda.13059.
21. Delgado-Bermúdez A., Recuero S., Llavanera M., Mateo-Otero Y., Sandu A., Barranco I., Ribas-Maynou J., Yeste M. Aquaporins are essential to maintain motility and membrane lipid architecture during mammalian sperm capacitation. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 2021; 9: 34540822. DOI:https://doi.org/10.3389/fcell.2021.656438.
