Abstract. The aim of research is improvement of the production technology in vitro of the grapes Pamyati Dombkovskoy. Methods. Methods generally accepted in the practice of clonal micropropagation of plants were applied. There are sterilization of the starting material, introduction into culture, clonal micropropagation, and in vitro rooting, followed by adaptation to in vivo conditions. The study object was micro cuttings grapes of the cultural variety Pamyati Dombkovskoy. The experiments were set up in three replicates, one replication was at least 10 test tubes. Statistical processing of the data obtained was carried out by the dispersion method according to B. A. Dospekhov. The following parameters were taken into account: micro-shoots and microplants heights, leaves number, proliferation coefficient. Root development was assessed in points. The success of adaptation was considered as the percentage of adapted microplants to the total number planted in the substrate. At the stage of adaptation, we applied supplemented and developed by us technique during clonal micropropagation of the Angelica rose. Research result. Success of estanlishment explants was 40 % on Murashige and Skoog growing medium with a reduced content of macronutrients, when introduced into a sterile culture in vitro. The optimal concentration of 6-benzylaminopurine (6-BAP) was determined at the proliferation stage – 1 mg/l. There are decrease in the proliferation coefficient from 4.4 pcs/cutting to 3.3 and 2.9 pcs/cutting respectively with an increase in the concentration of cytokinin 6-BAP to 2.0 and 3.0 mg / l (LSD05 = 1.0). It was revealed that the best growing medium for rooting micrograpes is the environment according to Zlenko and others, when the best microplants development is achieved according to such morphometric parameters as microshoots height, leaves number and root system. On the medium Zlenko and others, microplants height was higher by 4.3 mm than the control with LSD05 = 2.7, the number of leaves was more by 0.5 with LSD05 = 0.3, and the root system of microplants is better developed by 0.4 points (LSD05 = 0.2). Scientific novelty. Positive results were received when rooted grapes cuttings were adapted after 14 days of cultivation on rooting medium, which allows to reduce the duration of micro grapes in a test tube in 2–4 times compared with the conventional method. The use of the biological product “Trichoderma Veride” for watering the soil substrate with the subsequent spraying of adaptable microplants with the organosilicone fertilizer “Siliplant” is recommended.
grapes, microclonal propagation, proliferation, growing medium, hormones, adaptation.
Постановка проблемы (Introduction)
Виноград является новой интродуцируемой культурой для условий восточной части Нечерноземной полосы Российской Федерации. Основной способ размножения винограда – черенкование одревесневшими и зелеными черенками. Однако данный способ является малопродуктивным и не может удовлетворить все возрастающий спрос на посадочный материал. К тому же производство посадочного материала высшей категории в России отсутствует [1, с. 12]. Для обеспечения качественным посадочным материалом актуально использование клонального микроразмножения.
Клональное микроразмножение является новым перспективным способом вегетативного размножения растений, позволяющим за короткое время получать генетически однородный посадочный материал в большом количестве от одного исходного растения [2, с. 37], [3, с. 45]. Данный метод размножения имеет ряд преимуществ по сравнению с традиционными: ускорение перехода растений от ювенильной фазы развития к репродуктивной; получение генетически однородного посадочного материала, освобождение растений от различного рода заболеваний, высокий коэффициент размножения, возможность проведения работ в течение всего года [4], [5, с. 6], [6, с. 151]. Растения, полученные методом клонального микроразмножения, проходя путь от меристематических клеток до взрослых растений, подвергаются процессу реювенилизации (омоложения), в результате чего лишаются действия накопившейся «усталости» [7, с. 94]. В промышленном производстве плодово-ягодных, садовых и декоративных культур во всем мире в настоящее время наиболее перспективным методом размножения растений считается метод in vitro [8, с. 581].
Методология и методы исследования (Methods)
Исследования проводились на базе лаборатории Отдела интродукции и акклиматизации растений УдмФИЦ УрО РАН. В работе пользовались общепринятыми в практике клонального микроразмножения растений методами: стерилизация исходного материала, введение в культуру, собственно клональное микроразмножение и укоренение in vitro с последующей адаптацией к условиям in vivo [4].
Цель исследования – совершенствование технологии размножения винограда культурного сорта Памяти Домбковской in vitro.
Объектом исследования были микрочеренки винограда культурного сорта Памяти Домбковской. В качестве исходного материала для введения в стерильную культуру in vitro были взяты верхушки интенсивно растущих зеленых побегов винограда, которые разрезали на одноглазковые черенки c удаленными листовыми пластинками и промывали под проточной водой в течение получаса. Стерилизацию растительного материала проводили 33-процентным раствором перекиси водорода с экспозицией 5–7 минут с последующим 5-кратным промыванием стерильным дистиллятом. В качестве первичных эксплантов использовали апикальные меристемы, выделенные в стерильных условиях ламинар-бокса при 10-кратном увеличении. Растительный материал культивировали в условиях светоустановки при температуре +25 °С и 16-часовом фотопериоде. Закладку опытов проводили в трехкратной повторности, в одной повторности не менее 10 пробирок. Статистическая обработка полученных данных была проведена дисперсионным методом по Б. А. Доспехову [9].
Исследовали следующие параметры: высота микропобегов и микросаженцев (мм, измеряли с помощью линейки), количество листьев (шт.), коэффициент пролиферации (шт/черенок, учитывали как количество микропобегов, полученных от одного черенка). Качество корней оценивали в баллах при осмотре (от 1 до 3 баллов). 1 балл – это слаборазвитая корневая система, имеющая один основной корень не более 20 мм или 2–3 более коротких, боковых корней нет; 2 балла – среднеразвитая корневая система, основных корней 3–4 длиной 20–50 мм или один, но с хорошо развитыми боковыми и всасывающими корнями; 3 балла – хорошо развитая корневая система, основных корней 5 и более длиной 20–50 мм, часто с хорошо развитыми боковыми и всасывающими корнями [10, с. 104]. Успешность адаптации рассматривали как процентное соотношение адаптированных микросаженцев к общему количеству высаженных в субстрат. На этапе адаптации была применена методика, разработанная и дополненная нами при клональном микроразмножении розы сорта Анжелика [11, с. 242].
Результаты (Results)
Успех размножения in vitro во многом зависит от состава питательных сред, на которых будет развиваться эксплант, микрочеренок и микрорастение на всех этапах культивирования. Для введения в культуру апикальных меристем использовали твердые агаризованные питательные среды Мурасиге и Скуга с пониженным содержанием макроэлементов и модифицированную среду МS по Зленко с соавторами, содержание цитокинина 6-БАП 0,25 мг/л [12, с. 21].
Приживаемость на среде с пониженным содержанием макроэлементов была существенно выше (40 %) по сравнению с модифицированной средой МS по Зленко с соавторами (30 % при НСР05 = 1,3).
Таким образом, оптимальной средой для введения в культуру винограда оказалась среда с пониженным содержанием макроэлементов. Полученные результаты согласуются с нашими предыдущими данными по введению в стерильную культуру четырех сортов винограда, где оптимальной питательной средой также была среда с пониженным содержанием макроэлементов [13, с. 176], [14, с. 159].
На этапе пролиферации с целью получения максимального количества микропобегов провели исследования по выявлению наиболее эффективной концентрации 6-БАП, изучены варианты (мг/л): 1,0 (К), 2,0 и 3,0, основа – модифицированная среда МS по Зленко с соавторами (с повышенным содержанием СаCl2 – 650 мг/л). Учитывали такие параметры, как коэффициент пролиферации, длина микропобегов, витрификация и некроз побегов (таблица 1).
Таблица 1
Влияние концентрации 6-БАП на морфометрические параметры микрочеренков винограда на этапе пролиферации, 2016–2017 гг.
|
Концентрация 6-БАП, мг/л |
Коэффициент пролиферации, шт/черенок |
Длина побега, мм., |
Витрификация, % |
Некроз, % |
|
1,0 (К) |
4,4 ± 0,7 |
17,6 ± 4,1 |
3,3 ± 3,3 |
26,7 ± 16,3 |
|
2,0 |
3,3 ± 0,8 |
13,3 ± 3,5 |
33,3 ± 4,2 |
40,0 ± 17,9 |
|
3,0 |
2,9 ± 0,9 |
11,4 ± 2,9 |
63,3 ± 3,3 |
13,3 ± 10,3 |
|
НСР05 |
1,0 |
4,2 |
10,5 |
17,9 |
Примечание: «±» – стандартное отклонение.
Table 1
Effect of 6-BAP concentration on morphometric parameters micro-transfers of grapes at the stage of proliferation, 2016–2017
|
Сoncentration of 6-BAP, mg/l |
The ratio of proliferation, pcs/cuttings |
The length of sprouts, mm |
Vitrification, % |
Necrosis, % |
|
1.0 (С) |
4.4 ± 0.7 |
17.6 ± 4.1 |
3.3 ± 3.3 |
26.7 ± 16.3 |
|
2.0 |
3.3 ± 0.8 |
13.3 ± 3.5 |
33.3 ± 4.2 |
40.0 ± 17.9 |
|
3.0 |
2.9 ± 0.9 |
11.4 ± 2.9 |
63.3 ± 3.3 |
13.3 ± 10.3 |
|
LSD05 |
1.0 |
4.2 |
10.5 |
17.9 |
Note: “±” is the standard deviation.
Как следует из данных, наиболее оптимальной для развития побегов была концентрация 6-БАП 1,0 мг/л, при которой был получен наибольший в опыте коэффициент пролиферации – 4,4 шт/черенок, на средах с содержанием цитокинина 2,0 и 3,0 мг/л данный показатель составлял соответственно 3,3 и 2,9 шт/черенок (при НСР05 = 1,0). Наши данные согласуются с результатами исследований, полученными Т. А. Красинской. При использовании 6-БАП в концентрациях 1,1, 1,5 и 2,0 мг/л отмечалось снижение коэффициента размножения с 4,4 до 3,8, а доля витрифицированных побегов, наоборот, возрастала с 1,8 до 29 % [15, с. 95]. Также среда МS с концентрацией 6-БАП 1,0 мг/л способствовала получению наилучших результатов по количеству побегов, длине побегов и количеству узлов. Для сорта Öküzgözü значения были 4,66, 1,24 и 6,39, сорта Boğazkere – 6,28, 1,15 и 6,81 соответственно [16, с. 55].
Синтетический цитокинин 6-БАП является универсальным, используется для размножения большого количества видов растений. По данным М. Монокари, при размножении Micrococca mercurialis (L.) Benth наибольший отклик (97 %) и количество побегов (4,2 побега/эксплант) наблюдали на среде МS, дополненной 1,0 мг/л 6-БАП [17, с. 39]. Для сортов роз плетистой группы Palais Royal, Camelot и Nahema на этапе пролиферации оптимальная концентрация цитокинина 6-БАП в составе питательной среды МS также была 1,0 мг/л [18, с. 385].
Средняя длина микропобега в контрольном варианте (1,0 мг/л) составляла 17,6 мм, что было существенно выше, чем на средах с цитокинином в концентрации 2,0 и 3,0 мг/л, где длина микропобегов была 13,3 и 11,4 мм соответственно (НСР05 = 4,2).
В контрольном варианте отмечали активный рост и формирование хорошо развитых боковых побегов. При дальнейшем увеличении концентрации 6-БАП до 3,0 мг/л наблюдали морфологические изменения побегов – некроз верхушки, признаки витрификации.
В контрольном варианте доля витрифицированных микрочеренков составляла 3,3 %, при увеличении концентрации цитокинина до 2,0 и 3,0 мг/л данный показатель был существенно выше – 33,3 и 63,3 % соответственно (НСР05 = 10,5). Применение высоких концентраций регулятора роста цитокинина приводит к появлению такого нежелательного эффекта, как витрификация.
Витрификация (гипергидрация, стекловидность) – морфологическое отклонение микрорастений, которые теряют способность размножаться и акклиматизироваться. В таких случаях нарушается образование хлорофилла, протеинов, снижается жизнеспособность и приживаемость при пересадке; большинство растений гибнет. Один из возможных путей уменьшения оводненности – снижение концентрации цитокининов в среде и температуры культивирования [19, с. 70].
Некроз верхушки – отмирание апикальных участков тканей с изменением их окраски. Наибольшее количество побегов с некрозом верхушки отмечено при концентрации 6-БАП 2,0 мг/л (40 %), в контрольном варианте таких растений оказалось 26,7 %, при увеличении концентрации цитокинина до 3 мг/л их доля уменьшалась до 13,3 %, но различия были не существенными. В асептической культуре отмершие верхушки побегов и кончики корней является визуальным признаком недостатка кальция [5, с. 57].
Таким образом, оптимальной для этапа собственно микроразмножения винограда сорта Памяти Домбковской оказалась питательная среда с содержанием цитокинина 6-БАП в концентрации 1,0 мг/л.
На этапе укоренения использовали две рецептуры питательных сред: МS c половинной концентрацией макроэлементов и модифицированную МS по Зленко с соавторами, содержание ауксина индолил-3-уксусной кислоты (ИУК) 0,2 мг/л [20, с. 215]. Был проведен учет начала корнеобразования (рис. 1).
Рис. 1. Корнеобразование микрочеренков Vitis vinifera L., 2016–2017 гг.
Fig. 1. Root formation of Vitis vinifera L. micro-gears, 2016–2017
Через 12 дней культивирования на среде по прописи Зленко с соавторами укоренилось 75,0 % черенков, на среде ½ МS – 41,7 %, через 16 дней – 100,0 и 83,3 % соответственно. Максимальное количество черенков укоренилось через 14–16 дней культивирования на питательных средах.
На рис. 2 представлен внешний вид микросаженцев, пригодных для высадки на адаптацию в почвосмесь.
|
а) |
|
б) |
|
в) |
Рис. 2. Микросаженцы винограда сорта Памяти Домбковской перед высадкой на адаптацию. Продолжительность культивирования, дни:
а) 13; б) 33; в) 44
|
a) |
|
b) |
|
c) |
Fig. 2. Micro seedlings of the Pamyati Dombkovskoy grape variety before planting for adaptation. Duration of cultivation, days:
a) 13; b) 33; c) 44
По истечении 60 дней культивирования на питательной среде для укоренения учитывали такие параметры, как высота побега, количество листовых пластинок, развитие корневой системы (таблица 2).
Таблица 2
Морфометрические показатели микросаженцев винограда на этапе укоренения, 2016 г.
|
Питательная среда |
Высота побега, мм |
Количество листьев, штук |
Корневая система, баллы |
|
½ МС (К) |
54,6 ± 1,2 |
6,4 ± 0,1 |
2,4 ± 0,1 |
|
По Зленко и др. |
58,9 ± 1,9 |
6,9 ± 0,2 |
2,8 ± 0,1 |
|
НСР05 |
2,7 |
0,3 |
0,2 |
Примечание: «±» – стандартное отклонение.
Table 2
Morphometric indicators of grape microplants at the rooting stage, 2016
|
Nutrient medium |
The height of the escape, mm |
Number of leaves, pieces |
The root system, the points |
|
½ МS (С) |
54.6 ± 1.2 |
6.4 ± 0.1 |
2.4 ± 0.1 |
|
According to Zlenko and other |
58.9 ± 1.9 |
6.9 ± 0.2 |
2.8 ± 0.1 |
|
LSD05 |
2.7 |
0.3 |
0.2 |
Note: “± “ is the standard deviation.
Микросаженцы, выращенные на модифицированной среде MS по рецептуре Зленко с соавторами, имели значительно лучшие морфометрические показатели, такие как высота микропобегов, количество листьев и корневая система.
Адаптация растений-регенерантов к условиям in vivo является одним из самых ответственных и трудоемких этапов, который завершает весь процесс размножения in vitro. Для адаптации микросаженцев разными исследователями предложено множество вариантов почвосмесей. Нашими исследованиями по влиянию почвосмесей на успешность адаптации микросаженцев винограда и роз было выявлено, что лучшими являются субстраты, приготовленные на основе верхового торфа, обладающие оптимальным сочетанием агрофизических и химических свойств, в частности «Универсальная земля садовая» производства ЗАО «МНПП «ФАРТ».
Изначально адаптацию микросаженцев винограда после этапа укоренения проводили по методике, предложенной А. Б. Бургутиным (1991) в условиях пробирок [21, с. 220]. С тех пробирок, в которых микросаженцы достигали пробки, последние удаляли. Чтобы предотвратить появление плесени на агаризованной среде, 3–4 раза за 1,5–2 недели увлажняли поверхность агар-агара обычной водой. В конце этого периода верхушка растения и 1–2 развернутых листочка были вне пробирки. Посадку в почвенный субстрат проводили так, чтобы над поверхностью оставалась верхушка с 1–2 развернутыми листовыми пластинками. Однако данная схема укоренения микрочеренков, адаптации микросаженцев является продолжительной и трудоемкой, предполагает наличие теплицы.
Мы предлагаем начинать высадку на адаптацию саженцев винограда через 14 дней после посадки на укоренение, что позволяет сократить продолжительность нахождения черенков винограда на питательной среде в пробирке в 2–4 раза по сравнению с общепринятой методикой [22, с. 334].
После посадки черенков на питательную среду для укоренения уже через 10–14 дней культивирования корни достигают длины 10–15 мм без признаков ветвления. Надземная часть развита слабо: верхушечные черенки только начинают свой рост, на черенках из средней и нижней частей побега начинают просыпаться пазушные почки. По нашему мнению, очень важно уловить данный момент развития растений, так как относительно «старая» листовая поверхность в меньшей степени подвержена увяданию из-за потери тургора, корневая система справляется с влагообеспечением небольшой надземной части. Кроме этого, корни растений прямые, не загнуты, как это происходит при более длительном культивировании в условиях небольшого объема пробирок (рис. 2, б, в). Саженцы выборочно, аккуратно пинцетом вынимали из пробирок, корни промывали в децимолярном растворе марганцовокислого калия и высаживали в микропарник. На наш взгляд, промывание корней в растворе марганцовокислого калия от остатков агаризованной питательной среды в некоторой степени задерживает поражение пагубной микрофлорой.
Почвосмесь с посаженными саженцами проливали раствором «Триходерма вериде» согласно инструкции. «Триходерма вериде» относится к биологическим препаратам, представляет собой порошок, содержащий миллиарды сухих спор микрогрибка Trichoderma veride. Попадая во влажную и теплую среду (почву), они прорастают, размножаются и образуют невидимые глазу колонии. Этот вид грибка безвреден для растений, поскольку не питается их живыми тканями [23].
В предыдущих наших исследованиях было выявлено существенное увеличение количества адаптированных саженцев роз сорта Анжелика при внекорневой обработке препаратом «Силиплант» [11, с. 242]. Растения обильно однократно опрыскивали раствором «Силипланта» (1,5 мл/л). «Силиплант» – кремнийсодержащий препарат, в состав которого, кроме кремния (7 %) и калия (1 %), входят в легкодоступной для растений хелатной форме следующие микроэлементы: железо, медь, цинк, марганец, кобальт, бор. Удобрение разработано, зарегистрировано и производится ННПП «НЭСТ М». Препарат стимулирует развитие корневой и надземной частей, снимает различные стрессы, активирует фотосинтез. Усиливает механическую прочность клеточных стенок, обладает ярко выраженным фунгицидным действием, стерилизующим споры грибов. В дальнейшем влажность в микропарниках поддерживали путем ежедневного опрыскивания водопроводной водой саженцев и крышки микропарника из пульверизатора. При такой технологии адаптации нами была получена 100-процентная приживаемость микросаженцев винограда. После периода адаптации растения были высажены на доращивание в отдельные контейнеры.
Обсуждение и выводы (Discussion and conclusion)
Таким образом, на основании наших исследований по клональному микроразмножению Vitis vinifera L. сорта Памяти Домбковской можно сделать следующие выводы:
1. Оптимальной средой для введения в культуру винограда является среда Мурасиге и Скуга с пониженным содержанием макроэлементов (приживаемость эксплантов – 40 %).
2. На этапе микроразмножения для роста и развития побегов целесообразно использовать питательную среду с содержанием цитокинина 6-БАП в концентрации 1,0 мг/л.
3. Питательная среда для укоренения по рецептуре Зленко с соавторами способствует лучшему развитию микрорастений.
4. С целью повышения эффективности клонального микроразмножения выведение на адаптацию пробирочных растений следует производить через две недели культивирования in vitro на среде для укоренения, что позволяет сократить продолжительность ризогенеза в 2–4 раза по сравнению с общепринятой методикой с сохранением высокой приживаемости растений (до 100 %).
1. Batukaev A. A., Batukaev M. S., Palaeva D. O. Ispol'zovanie regulyatorov rosta pri razmnozhenii vinograda metodom in vitro // Biologiya kletok rasteniy in vitro i biotehnologiya: tezisy dokladov XI Mezhdunarodnoy konferencii, kotoraya znamenuet poluvekovuyu istoriyu po issledovaniyu kul'tiviruemyh in vitro kletok vysshih rasteniy i 60-letie deyatel'nosti otdela biohimii i biotehnologii rasteniy gosudarstvennogo nauchnogo uchrezhdeniya «Central'nyy botanicheskiy sad NAN Belarusi». Minsk, 2018. S. 12-13.
2. Mitrofanova I. V., Mitrofanova O. V., Brailko V. A., Lesnikova-Sedoshenko N. P. Biotehnologicheskie i fiziologicheskie osobennosti kul'tivirovaniya in vitro cennyh genotipov rozy efirnomaslichnoy // Izvestiya vuzov. Prikladnaya himiya i biotehnologiya. 2015. № 2 (13). S. 37-48.
3. Egorova N. A., Stavceva I. V. Mikrorazmnozhenie sortov efirnomaslichnoy rozy v kul'ture // Vestnik Udmurtskogo universiteta. Seriya Biologiya. Nauki o Zemle. 2016. T. 26. Vyp. 2. S. 45-52.
4. Butenko R. G. Biologiya kletok vysshih rasteniy in vitro i biotehnologii na ih osnove: uchebnoe posobie. M.: FBK-PRESS, 1999. 160 s.
5. Cherevchenko T. M., Lavrent'eva A. N., Ivannikov R. V. Biotehnologiya tropicheskih i subtropicheskih rasteniy in vitro. Kiev: Naukova dumka, 2008. 560 s.
6. Akshikova N. A. Vvedenie v kul'turu in vitro hosty (Hosta) dlya dekorativnogo ozeleneniya sadov i parkov // Mezhdunarodnyy zhurnal gumanitarnyh i estestvennyh nauk. 2018. № 11-1. S. 150-153. DOI:https://doi.org/10.24411/2500-1000-2018-10173.
7. Lekonceva T. G., Hudyakova A. V., Fedorov A. V. Adaptaciya mikrosazhencev pletistyh roz sortov Polais Royal, Camelot i Nahema // Innovacionnye tehnologii v polevom i dekorativnom rastenievodstve: sbornik statey po materialam II Vserossiyskoy (nacional'noy) nauchno-prakticheskoy konferencii. Kurgan, 2018. S. 93-96.
8. Milehin A. V., Rubcov S. L., Madyakin E. V. Model' regional'nogo bazovogo centra po ozdorovleniyu mikroklonal'nomu razmnozheniyu sel'skohozyaystvennyh rasteniy in vitro // Izvestiya Samarskogo nauchnogo centra Rossiyskoy akademii nauk. 2015. T. 17. № 4 (3). S. 581-584.
9. Dospehov B. A. Metodika polevogo opyta. Moskva: Kolos, 1968. 336 s.
10. Markova M. G., Somova E. N., Potapova S. A. Vliyanie regulyatorov rosta na razmnozhenie perspektivnyh sortov maliny v kul'ture in vitro // Vestnik Donskogo gosudarstvennogo agrarnogo universiteta. 2015. № 2-1 (16). S. 104-111.
11. Lekonceva T. G., Hudyakova A. V., Isaeva A. N., Fedorov A. V. Optimizaciya nekotoryh etapov mikroklonal'nogo razmnozheniya chayno-gibridnoy rozy «Anzhelika» // Vestnik Permskogo universiteta. Biologiya. 2017. Vyp. 3. S. 240-244.
12. Zlenko V. A., Kotikov I. V., Troshin L. P. Razmnozhenie ozdorovlennogo posadochnogo materiala vinograda v kul'ture in vitro // Sadovodstvo i vinogradarstvo. 2005. № 1. S. 21-23.
13. Fedorov A. V., Lekonceva T. G. Vliyanie sostava pitatel'noy sredy na prizhivaemost' eksplantov vinograda (Vitis vinifera L.) na etape vvedeniya v kul'turu in vitro // Agrohimiya v Predural'e: istoriya i sovremennost': Materialy Vserossiyskoy nauchno-prakticheskoy konferencii, posvyaschennoy 55-letiyu kafedry agrohimii i pochvovedeniya FGBOU VPO Izhevskaya GSHA, 2012. S. 173-177.
14. Fedorov A. V., Lekonceva T. G. Ispol'zovanie biotehnologicheskih metodov polucheniya sazhencev vinograda v pitomnikovodstve Srednego Predural'ya // Sostoyanie i perspektivy razvitiya severnogo sadovodstva: materialy nauchno-prakticheskoy konferencii, posvyaschennoy 80-letiyu so dnya osnovaniya Sverdlovskoy selekcionnoy stancii sadovodstva. Ekaterinburg, 2015. S. 158-166.
15. Krasinskaya T. A., Zmushko A. A. Morfogenez rasteniy-regenerantov sortov vinograda v kul'ture in vitro pri ispol'zovanii biologicheski aktivnyh veschestv sinteticheskogo proishozhdeniya // Zhurnal belorusskogo gosudarstvennogo universiteta. Biologiya. 2018. № 2. S. 95-104.
16. Yildirim H., Ozdemir G. Influence of BAP concentrations and nutrient medium composition on in vitro regeneration of “Öküzgözü” and “Boğazkere” (Vitis vinifera L.) cultivars // Erwerbs-Obstbau. 2018. T. 60. No. 2. Pp. 55-59. DOI:https://doi.org/10.1007/s10341-018-0393-7.
17. Manokari M., Shekhawat M. S. Optimization of in vitro and ex vitro regeneration and micromorphological studies of Micrococca mercurialis (L.) Benth // Botanica Pacifica. A journal of plant science and conservation. 2017. No. 6 (1). Pp. 37-44. DOI:https://doi.org/10.17581/bp.2017.06105.
18. Lekontseva T., Fedorov A., Khudyakova A. Biotechnology as a heart of innovation in nursery management of ornamental plants [e-resource] // Digital agriculture - Development Strategy: proceedings of the International Scientific and Practical Conference (ISPC 2019). Series: Advances in Intelligent Systems Research. Ekaterinburg, 2019. Vol. 167. Pp. 385-388. URL: https://www.atlantis-press.com/proceedings/ispc-19/125909488 (appeal date: 20.01 2020). DOI:https://doi.org/10.2991/ispc-19.2019.64.
19. Knyaz'kov I. E., Sahno O. N. Kletochnaya inzheneriya rasteniy: uchebnoe posobie. Vladimir: Arkaim, 2016. 84 s.
20. Isaeva A. N., Lekonceva T. G., Fedorov A. V. Optimizaciya tehnologicheskih priemov razmnozheniya Vitis vinifera L. v kul'ture in vitro pri introdukcii v usloviyah Srednego Predural'ya // Rol' botanicheskih sadov i dendrariev v sohranenii, izuchenii i ustoychivom ispol'zovanii raznoobraziya rastitel'nogo mira: materialy Mezhdunarodnoy nauchnoy konferencii, posvyaschennoy 85-letiyu Central'nogo botanicheskogo sada Nacional'noy akademii nauk Belarusi. Minsk, 2017. Ch. 2. S. 213-217.
21. Burgutin A. B. Mikroklonal'noe razmnozhenie vinograda. Biologiya kul'tiviruemyh kletok i biotehnologiya rasteniy: sbornik statey. M.: Nauka, 1991. S. 216-220.
22. Isaeva A. N., Lekonceva T. G., Fedorov A. V. Perspektivy biotehnologicheskogo metoda pri introdukcii Vitis vinifera L. v Udmurtskoy Respublike // Sovremennye tendencii sohraneniya, vosstanovleniya i obogascheniya fitoraznoobraziya botanicheskih sadov i dendroparkov: Mezhdunarodnaya nauchnaya konferenciya, posvyaschennaya 70-letiyu dendrologicheskogo parka «Aleksandriya» kak nauchnogo uchrezhdeniya NAN Ukrainy. Belaya Cerkov', 2016. S. 333-335.
23. Trihoderma veride: instrukciya po primeneniyu [Elektronnyy resurs]. URL: https://sotkiradosti.ru/v-pomoshh-rasteniyam/trihoderma-veride-instruktsiya-po-primeneniyu (data obrascheniya: 16.01.2020).
