Аннотация. Обилие патогенов или генотипов патогенов может меняться во времени или пространстве, что приводит к колебаниям иммунного ответа. Генетическая изменчивость при наличии биогеографически обусловленного внутривидового разнообразия дает важную информацию о наличии таких колебаний у вида, широко используемого в лабораториях и распространенного по всему миру, что позволяет предположить наличие различного иммунного ответа против патогенов. У беспозвоночных существует балансирующий отбор со специфической коэволюцией в отличие от AMП позвоночных, которые имеют сильный положительный отбор и высокую вероятность коэволюции. Действие балансирующего отбора на отдельные гены AMП беспозвоночных может привести к возникновению полиморфизмов в последовательностях аминокислот, что потенциально приведет к изменению восприимчивости к патогенам, изучение чего имеет высокую научную значимость. Цель исследования – изучение потенциального существования расширенного гаплотипа (общего для нескольких особей) или отдельного гаплотипа, кодирующего AMП среди модельных организмов не млекопитающих. Методы. Объектом данного исследования был модельный организм (большая восковая моль Galleria mellonella). Был проведен анализ геномных сборок G. mellonella с использованием 11 ядерных мишеней и 16S участка рибосомальной РНК. Результаты. Было обнаружено шесть биогеографически различных экземпляров, полученных как из естественных, так и из искусственных экосистем: либо от имаго, либо от личинок. Научная новизна. 11 ядерных мишеней, кодирующих антимикробные пептиды G. mellonella и 16S участок рибосомальной РНК, помогли выделить три группы популяций, что потенциально подтверждает гипотезу о существовании вариабельного врожденного иммунного ответа у данной лабораторной модели при наличии биогеографически обусловленного внутривидового разнообразия.
врожденный иммунный ответ, антимикробные пептиды, G. mellonella, биогеография, внутривидовое разнообразие
1. Gyssens I. C. Animal models for research in human infectious diseases. CMI editorial policy. Clinical Microbiology and Infection. 2019; 25: 649–650. DOI:https://doi.org/10.1016/j.cmi.2019.04.010.
2. Cutuli M. A., Petronio Petronio G., Vergalito F., Magnifico I., Pietrangelo L., Venditti N., Di Marco R. Galleria mellonella as a consolidated in vivo model hosts: new developments in antibacterial strategies and novel drug testing. Virulence. 2019; 10 (1): 527–541. DOI:https://doi.org/10.1080/21505594.2019.1621649.
3. Gunatilake M. History and development of laboratory animal science in Sri Lanka. Animal Models and Experimental Medicine. 2018; 1 (1): 3–6. DOI:https://doi.org/10.1002/ame2.12003.
4. Ménard G., Rouillon A., Cattoir V., Donnio P. Y. Galleria mellonella as a suitable model of bacterial infection: past, present and future. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 2021; 11: 782733. DOI:https://doi.org/10.3389/fcimb.2021.782733.
5. Pereira M. F., Rossi C. C., da Silva G. C., Rosa J. N., Bazzolli D. M. S. Galleria mellonella as an infection model: an in-depth look at why it works and practical considerations for successful application. Pathogens and Disease. 2020; 78 (8): ftaa056. DOI:https://doi.org/10.1093/femspd/ftaa056.
6. Ramirez J. L., Hampton K. J., Rosales A. M., Muturi E. J. Multiple mosquito AMPs are needed to potentiate their antifungal effect against entomopathogenic fungi. Frontiers in Microbiology. 2023; 13: 1062383. DOI:https://doi.org/10.3389/fmicb.2022.1062383.
7. Tamura K., Stecher G., Kumar S. MEGA 11: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 11. Molecular Biology and Evolution. 2021; 38 (7): 3022–3027. DOI:https://doi.org/10.1093/molbev/msab120.
8. Andrejko M., Mak P., Siemińska-Kuczer A., Iwański B., Wojda I., Suder P., Kuleta P., Regucka K., Cytryńska M. A comparison of the production of antimicrobial peptides and proteins by Galleria mellonella larvae in response to infection with two Pseudomonas aeruginosa strains differing in the profile of secreted proteases. Journal of Insect Physiology. 2021; 131: 104239. DOI:https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2021.104239.
9. Vergis J., Malik S. V. S, Pathak R., Kumar M., Kurkure N. V., Barbuddhe S. B., Rawool D. B. Exploring Galleria mellonella larval model to evaluate antibacterial efficacy of Cecropin A (1-7)-Melittin against multi-drug resistant enteroaggregative Escherichia coli. Pathogens and Disease. 2021; 79 (3): ftab010. DOI:https://doi.org/10.1093/femspd/ftab010.
10. Zdybicka-Barabas A., Stączek S., Pawlikowska-Pawlęga B., Mak P., Luchowski R., Skrzypiec K., Mendyk E., Wydrych J., Gruszecki W. I., Cytryńska M. Studies on the interactions of neutral Galleria mellonella cecropin D with living bacterial cells. Amino Acids. 2019; 51: 175–191. DOI:https://doi.org/10.1007/s00726-018-2641-4.
11. Stączek S., Zdybicka‐barabas A., Wojda I., Wiater A., Mak P., Suder P., Skrzypiec K., Cytryńska M. Fungal α‐1,3‐glucan as a new pathogen‐associated molecular pattern in the insect model host Galleria mellonella. Molecules. 2021; 26 (16): 5097. DOI:https://doi.org/10.3390/molecules26165097.
12. Vertyporokh L., Kordaczuk J., Mak P., Hułas-Stasiak M., Wojda I. Host-pathogen interactions upon the first and subsequent infection of Galleria mellonella with Candida albicans. Journal of Insect Physiology. 2019; 117: 103903. DOI:https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2019.103903.
13. Ramírez-Sotelo U., García-Carnero L. C., Martínez-Álvarez J. A., Gómez-Gaviria M., Mora-Montes H. M. An ELISA-based method for Galleria mellonella apolipophorin-III quantification. PeerJ. 2024; 12: e17117. DOI:https://doi.org/10.7717/peerj.17117.
14. Wijeratne T. U., Weers P. M. M. Lipid-bound apoLp-III is less effective in binding to lipopolysaccharides and phosphatidylglycerol vesicles compared to the lipid-free protein. Molecular and Cellular Biochemistry. 2019; 458 (1–2): 61–70. DOI:https://doi.org/10.1007/s11010-019-03530-x.
15. Serrano I., Verdial C., Tavares L., Oliveira M. The virtuous Galleria mellonella model for scientific experimentation. Antibiotics. 2023; 12 (3): 505. DOI:https://doi.org/10.3390/antibiotics12030505.
